La manutention de la pompe lymphatique mobilise des médiateurs inflammatoires en circulation lymphatique

Résumé: la stase lymphatique peut provoquer l’œdème et l’accumulation de particules , exsudates, toxines et bactéries dans le fluide interstitiel des tissus, qui produit une inflammation, altération du trafic cellulaire immunitaire, une hypoxie tissulaire, une fibrose tissulaire et une variété de maladies.

Auparavant, nous démontrons que les techniques de pompage lymphatique ostéopathique (LPT) ont considérablement augmenté la flux lymphatique des canaux thoraciques et intestinaux. Le but de cette étude était de déterminer si le LPT mobiliserait des médiateurs inflammatoires à la circulation lymphatique. Sous l’anesthésie, la lymphe thoracique ou intestinale des chiens de repos (pré-limphe) a été collectée, pendant quatre minutes de LPT et pendant 10 minutes après LPT (post-LPT) et les concentrations lymphatiques d’interleukine-2 (IL-2) , IL-4, IL-6, IL-10, Interféron, facteur de nécrose tissulaire a, protéine chimiotactique monocytaire-1 (MCP-1), chimoatratie avec kératinocytes, superoxyde (SOD) et nitrotyrosine (NT). Le LPT a considérablement augmenté les concentrations de MCP-1 dans la lymphe de conduit thoracique. En outre, LPT a augmenté le flux lymphatique des cytokines et des chimiokines du conduit thoracique et intestinal par rapport à leur flux de pré-limvre respectif. De plus, LPT a augmenté le flux lymphatique de gazon et NT. Dix minutes après l’interruption du LPT, le flux lymphatique lymphatique thoracique et intestinal des cytokines, des chimiokines, des NT et du gazon étaient similaires à ceux antérieurs à LPT, ce qui montre que son flux était transitoire et une réponse à LPT.

Cette redistribution des médiateurs inflammatoires pendant le LPT peut fournir une justification scientifique de l’utilisation clinique du LPT pour améliorer l’immunité et traiter l’infection.

Mots-clés: Technique de pompage lymphatique, Technique de pompage lymphatique, Chemissions, Médiateurs inflammatoires, Lymphe de conduits mésentériques, Lymphe de conduit thoracique, Infection, Espèce réactive d’azote, Espèces d’oxygène réactive, Immunité, Médecine manipulative ostéopathique

Biologie expérimentale et médecine 2012; 237: 58-63. DOI: 10.1258 / EBM.2011.011220

Introduction

Les médecins ostéopathiques ont développé des manipulations ostéopathiques collectivement appelées techniques de pompage lymphatique (LPT), conçues pour améliorer le flux lymphatique.

Déchets qui s’accumulent dans le fluide interstitiel tissulaire pendant l’infection ou l’œdème33 cliniquement, il a été montré que LPT améliore les anticorps spécifiques du vaccin, 4,5 et réduit la durée du séjour à l’hôpital et la durée de l’utilisation des antibiotiques chez les patients âgés atteints de pneumonie. Infection et œdème, les cytokines sont générées en flèche, des chimiokines, des espèces d’oxygène réactives (ROS), telles que le superoxyde dismutase (SOD) et les espèces d’azote réactives (RN), telles que la nitrotyrosine (NT). ), IL-4, IL-6, IL-8, Nécrose facteur tissulaire (TNFA), interféron (IFNG), protéine monocytochimique-1 (MCP-1) et kératinocyte-chimoattrant (kc) induisent l’activation des leucocytes, la migration et Réponses immunitaires Médiées par des cellules aux agents pathogènes, 7,8 lorsque des cytokines inflammatoires de l’IL-10, telles que l’IL-10, limitent l’inflammation en supprimant les cellules immunitaires médiées par le système immunitaire. Ce que LPT affecte les systèmes lymphatiques et immuns2,9-12.

Auparavant, nous avons signalé que LPT augmente les concentrations de leucocytes et la lymphe de conduits thoracique (TDL) et la lymphe de conduits mésentérique (MDL) chez les chiens et les rats2 , 10,11,13.

Le but de cette étude était de déterminer si le LPT mobiliserait des médiateurs inflammatoires à la circulation lymphatique7.8. De plus, SOD et NT ont été mesurés.

Les résultats de cette étude fournissent un soutien à l’application clinique du LPT pour améliorer la fonction du système immunitaire et peut expliquer, en partie, un mécanisme par lequel LPT protège contre l’infection et l’œdème.

matériaux et méthodes

animaux

Cette étude a été approuvée par le Comité institutionnel sur les soins et l’utilisation des animaux et a eu lieu. Accord Avec le guide pour les soins et l’utilisation d’animaux de laboratoire (NIH Publication n ° 85-23, révisée en 1996).

Douze chiens de métizo adulte ont été utilisés, sans signes de maladie cliniquement évidents, pour cette étude. Techniques chirurgicales Les chiens ont été anesthésiés avec du pentobarbital de sodium (30 mg / kg, intraveineusement). Après l’intubation endotrachéale, les chiens ont été ventilés avec de l’air ambiant supplémenté en oxygène pour maintenir un gaz sanguin artériel normal.De plus, la pression artérielle a été contrôlée par un cathéter artériel fémoral et restait dans les limites normales de l’expérience.

dans six chiens, la poitrine ouverte par thoracracotomie dans l’espace intercostal de quatrième rang. Le conduit thoracique a été isolé du tissu conjonctif et lié. Débit à la ligature, un cathéter PE 60 (diamètre interne de 0,76 mm, diamètre extérieur de 1,22 mm) a été inséré dans le conduit et sécurisé avec une ligature. La lymphe a été drainée à la pression atmosphérique à travers un cathéter dont la pointe de sortie a été placée à 8 cm sous le niveau du cœur pour compenser la résistance hydraulique du cathéter. La pointe de sortie du cathéter a été maintenue dans cette position pour toutes les conditions expérimentales. Environ 60 minutes après la canulation du conduit thoracique, la lymphe thoracique a été recueillie pendant 4 minutes avant LPT, pendant 4 minutes de LPT et pendant 10 minutes après la fin de LPT (après LPT).

Dans des expériences distinctes, la lymphe mésentérique a été collectée. Six chiens supplémentaires ont été préparés chirurgicalement pour des expériences de forex comme décrit ci-dessus. Cependant, au lieu d’ouvrir le thorax, une incision abdominale a été faite dans la ligne médiane pour exposer un grand conduit lymphatique mésentérique. Ce conduit a été isolé, lié et un cathéter PE 60 a été inséré dans le conduit et sécurisé avec une ligature. Le cathéter a été externalisé à travers l’incision abdominale, qui a ensuite été fermée avec une suture de 2-0 en soie. Environ 60 minutes après la canulation du conduit lymphatique mésentériorique, des échantillons de lymphe mésentérique ont été collectés et le flux lymphatique a été mesuré comme décrit ci-dessus pour TDL.

technique de pompage lymphatique

Les chiens anesthésiés ont été placés dans une position inclinée latéralement. Pour effectuer des LPT abdominaux, l’opérateur a contacté l’abdomen de l’animal avec des mains placées de manière bilatérale dans le cadre de l’union des coûts-diaphragmatiques.

La pression exercée sur la pression médiale et crânienne pour comprimer l’abdomen jusqu’à ce qu’une résistance significative soit trouvée, puis la pression a été libérée. Les compressions abdominales ont été administrées à une vitesse d’environ 1 / pour un total de 4 minutes de LPT.

Mesures TDL et MDL

Un test multiplex disponible dans le commerce a été utilisé (Millipore, Billerica , MA, EE. UU) Pour déterminer les concentrations de cytokines et de chimiokines dans TDL et MDL. Plus précisément, IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IFNG et TNFA Cytokines ont été mesurés et des chimiokines MCP-1 et KC. Une gamme de normes a été utilisée, à condition que le test multiplex et le test a été analysé à l’aide du système Luminexw 200 avec l’interface logicielle XPonent (Millipore). Les concentrations minimales détectables pour IL-2, IL-4, IL-6, IL-8, IL-10, IFNG, TNFA, MCP-1 et KC étaient de 6,4, 28,8, 12,1, 20,3, 1,6, 4,4, 0,4, 8,6 et 1,6 pg / ml, respectivement. Pour calculer le flux de cytokines / chimiokines dans TDL et MDL, la concentration respective a été multipliée par le flux lymphatique pendant chaque minute pour chaque condition et ces valeurs ont été moyennées. Les concentrations lymphatiques thoraciques de gazon (chimiques Cayman, Ann Arbor, MI, EE. UU) et NT (sondes moléculaires, Inc, Eugene ou, USA) ont été mesurées à l’aide de kits disponibles dans le commerce. Le test SOD mesure les trois formes de gazon utilisant un sel de tétrazol pour la détection des dérivés de xanthine oxydase et d’hydroxyde de superoxyde. Une unité de gazon est définie comme la quantité d’enzyme nécessaire pour provoquer un symbole de 50% du radical de superoxyde. La concentration minimale détectable de gazon pour ce dosage est de 0,025 U / ml. Il ne réagit pas avec le superoxyde pour former la peroxynitrite.14 Par la suite, le peroxynitrate réagit avec des protéines, entraînant une NT mesurable. La concentration minimale détectable pour NT de ce dosage est de 2 nmol / l SOD et NT n’a été mesurée que dans TDL, car les échantillons de MDL n’étaient pas suffisants pour ces mesures et pour les dosages Luminex. Pour calculer le flux de gazon ou NT dans TDL, la concentration respective a été multipliée par le flux lymphatique pendant chaque minute pour chaque condition, et ces valeurs ont été moyennées.

analyse statistique

P> Les données sont présentées comme des moyens arithmétiques + une erreur standard (SE). Les valeurs de plusieurs animaux aux points de temps respectifs ont été moyennées et affichées dans des tables ou des graphiques. Pour l’évaluation statistique, les données ont été soumises à une analyse de variance de mesures répétées ou d’analyse de variance suivies d’une comparaison multiple de l’étudiant-Newman-Keuls. Les analyses ont été effectuées avec Graphpad Prism version 5.0 pour Windows (logiciel Graphpad, San Diego, CA, USA UU). Les différences entre les valeurs moyennes avec au moins p 0,05 ont été considérées comme statistiquement significatives.

résultats

LPT a augmenté le flux intestinal et TDL

similaire à nos rapports précédents, 10,11 LPT ont amélioré le flux de TDL et MDL. LPT a augmenté de 0,90+ 0,19 ml / min TDL Stream pendant le pré-limvre à 5,65 + 0,93 ml / min (p, 0,001) et le débit a ensuite diminué à 2,07+ 0,28 ml / min pendant la post-LPT (P, 0,01). Le LPT a également augmenté le débit MDL de 0,30 + 0,03 ml / min pendant 2,71 + 1,01 ml / min (p, 0,05) et le débit a ensuite diminué à 0,32 + 0,25 ml / min pendant la post-LPT (P, 0,05) .

LPT a augmenté les concentrations de MCP-1 dans TDL

Les concentrations de cytokines et de chimiokines dans TDL et en MDL sont rapportées dans le tableau 1. Alors que les concentrations de cytokines et de chimiokines dans TDL et MDL ont eu tendance à augmenter pendant le LPT par rapport au pré et post-LPT, la seule augmentation statistiquement significative détectée était MCP-1 dans TDL (P, 0,05). Cependant, pendant le LPT, des différences entre MDL et TDL ont été détectées aux concentrations d’IL-8 et de MCP-1. Plus précisément, la concentration de l’IL-8 était plus élevée pendant le LPT en MDL (126%, P, 0,05) par rapport à TDL. D’intérêt, la concentration de MCP-1 était plus élevée en MDL par rapport à TDL dans tous les échantillons (tableau 1). Spécifiquement, MCP-1 était plus élevé dans Pre-LPT (435%, P, 0,01), pendant le LPT (200%, P, 0,01) et post-LPT (214%, P, 0,01) par rapport aux concentrations de MCP-1 respectives

LPT a augmenté le flux de cytokines et de chimiokines lymphatiques.

L’effet du LPT sur le flux des cytokines et des chimiokines dans TDL est illustré à la figure 1. Le LPT a considérablement augmenté le flux TDL de l’IL-6 (615%; P, 0,05), IL-8 (944% , P, 0,001), IL-10 (917%, P, 0,001), MCP-1 (1505%, P, 0,01) et KC (788%, P, 0,001) par rapport au pré-limvre. De plus, ces concentrations ont diminué après 79% de 79% dans l’IL-6 (P, 0,05), 55% dans l’IL-8 (P, 0,01), 53% dans l’IL-10 (P, 0,01), 74% au MCP – 1 (P, 0,05) et 57% en KC (P, 0,001). L’effet du LPT sur le flux des cytokines et des chimiokines en MDL est illustré à la figure 2. Le LPT a considérablement augmenté le flux MDL de l’IL-6 (394%; P, 0,05), IL-8 (741%, P, 0,001), IL -10 (556%, p, 0,05), MCP-1 (651%, P, 0,01) et kc (496%, P, 0,001).

vu dans TDL, le flux de cytokines et les chimiokines en MDL ont diminué après LPT. LPT à post-LPT, IL-6 a diminué de 67% (P, 0,05), IL-8 de 82% (p, 0,001), IL-10 de 86% (p, 0,05), MCP-1 de 86% ( p, 0,01) et kc à 83% (p, 0,001). IL-2, IL-4, IFNG et TNFA Cytokines n’étaient pas détectables dans TDL ou MDL dans l’un des points temporaires.

LPT a augmenté le flux ROS et RNS dans TDL

Le L’effet LPT sur le flux de gazon dans TDL est représenté sur la figure 3 et l’effet correspondant sur NT est représenté sur la figure 4. Bien que LPT n’augmentait pas de manière significative les concentrations de SOD et NT dans TDL (tableau 1), LPT a augmenté le flux de gazon. 367% dans TDL de 0,15 + 0,07 U / Min Pre-LPT à 0,7 + 0.1u / min pendant le LPT (P, 0,01). Après le LPT, le flux de gazon a diminué de 64% à 0,25 + 0,08 u / min (p, 0,01, la figure 3). LPT a augmenté le flux NT dans TDL, 373% de 5,8 + mmol / L / MINPRE-LPT à 27,4 + 10,9 mmol / L / min pendant que LPT (P, 0,05). Après le LPT, le flux NT a diminué de 84% à 4,4 + 1,6 mmol / L / min (p, 0,05, la figure 4).

Le flux d’IL-6 était plus élevé dans TDL que dans MDM pendant le LPT

La cytokine et le flux de chimiokine dans TDL et en MDL pendant le LPT est comparé à la figure 5. Pendant le LPT, L’écoulement IL-6 dans TDL a augmenté de 318% de plus que le flux dans MDL (P, 0,01).

Discussion

Cette étude est la première à signaler les effets du LPT dans la concentration et flux de médiateurs inflammatoires dans le système lymphatique. Le LPT n’a pas augmenté de manière significative les concentrations de cytokines, de chimiokines, de ROS ou de RNS dans la lymphe, à l’exception de MCP-1; Cependant, LPT a augmenté le flux lymphatique, qui a considérablement augmenté le débit de ces médiateurs inflammatoires du tissu sanguin à travers le système lymphatique. Plus précisément, LPT a augmenté le débit d’IL-6, IL-8, IL-10, MCP-1 et KC dans la lymphe thoracique et mésentérique. Bien qu’il ne soit pas mesuré via RNSInMDL, LPT a considérablement augmenté le flux de gazon et NT dans TDL.

Au total, ces résultats suggèrent que, en augmentant le flux lymphatique, LPT augmente la mobilisation de médiateurs inflammatoires dans la circulation lymphatique pour le transport à la circulation sanguine. Les cytokines, chimiokines, ROS et RN sont générés lors de la réponse immunitaire innée aux agents pathogènes. Pendant l’infection, les cytokines IL-6, IL-8, MCP-1 et KC induisent une inflammation lors du recrutement et de l’activation de leucocytes, tandis que l’IL-10 régit la réponse inflammatoire.7,8 15-17 au cours de l’inflammation aiguë, les cytokines inflammatoires stimulent l’inflammation.Formation d’œdème Lors de l’accumulation dans le fluide interstitiel, qui réduit initialement la pression du fluide interstitiel, la préparation du scénario pour le flux de protéines et de fluide à plasma18,19. Par conséquent, LPT peut supprimer l’œdème en mobilisant des médiateurs inflammatoires en dehors du fluide interstitiel vers la circulation lymphatique, ainsi que d’augmenter directement le flux lymphatique et d’éliminer l’excès intersticialité2,12. LPT est utilisé pour traiter les infections, 4-6,20,21, mais les mécanismes par lesquels LPT protège contre les maladies infectieuses ne sont pas clairs. Le LPT peut améliorer la protection contre l’infection en augmentant les médiateurs inflammatoires dérivés du mésentère mixte, permettant la redistribution de ces médiateurs à d’autres tissus. À l’appui de cette notion, il a été démontré que Linfa redistribue les cytokines et les chimiokines dérivés de mésenterie à des orgues lointaines22-25.

En outre, il a été montré in vitro que la lymphe mésentérique peut activer les neutrophiles et augmenter La perméabilité des cellules endothéliales.26 Il n’est pas surprenant que LPT améliorerait cette redistribution et cette fonction immunitaire potentiellement améliorée. Auparavant, nous informons que LPT libère des leucocytes des ganglions lymphatiques mésentériques dans TDL et améliore le flux de leucocytes dans le MDL et TDL.10 après une exposition à des micro-organismes, des phagocytes, tels que des macrophages et des neutrophiles, des rôles libres et des rns qui sont des bactéries.7 par Par conséquent, en améliorant le flux lymphatique des leucocytes, des cytokines, des chimiokines, des ROS et des RNS, LPT peut faciliter l’élimination de l’infection à médiation cellulaire. L’hypothèse a été soulevée qu’après une lésion tissulaire, le débit lymphatique augmente rapidement et fournit le premier signal du système lymphatique pour induire la réponse inflammatoire.27 Il a été documenté que le lymphœdème détériore du trafic cellulaire immunitaire et augmente la susceptibilité à l’infection. Récemment, il a été démontré que l’écoulement transmural à travers les endothélings lymphatiques réglemente les fonctions de transport cellulaire et fluide de l’endothélium lymphatique2929 spécifiquement, le débit transmural a augmenté la sécrétion de la chimiokine ligand, la migration de cellules dendritiques in fl ues vers les vaisseaux lymphatiques , la perméabilité des navires et les navires d’adhérence des cellules réglementées alza dans les vaisseaux lymphatiques. L’augmentation résultante de l’effort de coupe induit l’expression de l’oxyde nitrique endothélial dans des cellules endothéliales lymphatiques humaines; 30 Le flux lymphatique élevé provoque la libération d’oxyde nitrique endogène à partir des cellules endothéliales lymphatiques.31.32 Par conséquent, en plus de libérer les leucocytes en circulation lymphatique, en améliorant le flux lymphatique et la libération de NT à Linfa, il peut indiquer à la lymphatique système qui augmente le trafic de cellules immunitaires. Nous comparons également la composition des cytokines lymphatiques et chimiokines entre la lymphe thoracique et mésentérique. Le conduit thoracique est un grand verre et transporte la lymphe drainée des organes viscéraux abdominaux (principalement le foie et les intestins), la peau et le muscle squelettique.7,8,33 Nous constatons que les concentrations de cytokines et de chimiokines étaient plus élevées dans MDL (tableau 1), qui correspond au rapport précédent que la plupart des lymphes et des protéines du conduit thoracique sont dérivés de la lymphe mésentérique, il suggère que, comparé à la lymphe mésentérique, le linfa dérivé du foie et des autres tissus contient faibles concentrations de médiateurs inflammatoires et ainsi diluées les cytokines dérivées de mésenterie dans TDL.

Il est important de garder à l’esprit que ceux-ci étaient des animaux sains; Par conséquent, pendant l’infection ou l’inflammation, les concentrations de médiateurs inflammatoires dans TDL et MDL peuvent varier.

En conclusion, nous avons montré que LPT a augmenté de manière transitoire le flux de chimiokines, de cytokines et d’espèces réactives d’oxygène et d’azote en lymphonique. Ces résultats sont compatibles avec nos précédents rapports, ce qui a montré que le LPT augmente de manière transitionnelle de manière transitionnelle et le flux lymphatique thoracique et mésentérique.

Cette étude a été réalisée chez des animaux en bonne santé et l’effet de LPT sur la libération lympphique des leucocytes et des médiateurs inflammatoires peut être intensifié ou modifié au cours de l’infection. Nos études soutiennent l’hypothèse que LPT peut améliorer la réponse immunitaire en améliorant la libération de leucocytes et de médiateurs inflammatoires dans la circulation lymphatique.

contributions des auteurs:

comme une intervention chirurgicale, instrumentation animale, Analyse statistique et interprétation des données, à condition que le LPT et a préparé le manuscrit. HFD a participé à la conception de l’étude, à l’interprétation des données et à la préparation du manuscrit. LMH conçu et fourni une supervision de l’étude.En outre, a examiné et interprété les données et a participé à la préparation du manuscrit.

Remerciements

Cette étude a été financée par des subventions des instituts nationaux de la santé, les subventions R01 AT004361 (LMH ) et U19 AT002023 (HFD).

Les auteurs remercient la Fondation ostéopathique du patrimoine pour son soutien continu au président de la recherche scientifique de base (LMH). Les auteurs souhaitent également remercier Arthur Williams JR et Linda Howard pour leur aide à la chirurgie des animaux et à Jamie Huff et Xin Zhang pour leur aide dans la préparation d’essais immunosorbants liés aux essais multiplex et aux essais.

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